Konfokales Scanning-System CSU-W1

Das weiteste Sichtfeld in der Branche - ein 4 x weiteres FOV als bei konventionellen Scannern.

Das Konfokale Scanning-System CSU-W1 ist unser System, welches das weiteste konfokale Sichtfeld bietet und dabei von allen unseren Bildgebungssystemen die klareste Bildauflösung bietet. Das System verfügt über Umschaltmechanismen zur Ermöglichung voll automatisierter Experimente und eine neu konzipierte Disk-Unit zur Verbesserung der Bildklarheit von dicken Proben.

  • Weit und klar
  • Nahe-Infrarot (NIR)-Port: Bis zu 785 nm
  • 3 Einstellungen: 1-Kamera-Modell, 2-Kamera-Modell, Modell mit geteilter Ansicht
  • Neuer Hellfeld-Pfad (Standard)
  • Auswählbare Spirallochgröße:  25-Pinhole-Disk, 50-Pinhole-Disk oder Doppeldisk
  • Externer Lichtpfad
  • 10-Positionen-Filterrad (1-Kamera-Modell, 2-Kamera-Modell)
  • Vollautomatische Experimente mit den motorisierten Schaltmechanismen

Weit

Weitestes konfokales FOV! Bietet ein 4 mal weiteres FOV (Sichtfeld) als das konventionelle Modell.

Widest FOV confocal


Klar

Neu konzipierte Disk-Unit, die eine verbesserte Bildqualität bietet. Aufgrund des deutlich reduzierten Pinhole Cross-Talks ermöglicht das CSU-W1, auch bei hoher Eindringtiefe von dicken Proben, scharfe Aufnahmen.

Konventionelles Modell

XY-MIP

XZ-Scheibe

XY MIP:Conventional XZ Slice:Conventional

CSU-W1

XY-MIP

XZ-Scheibe

XY MIP:CSU-w1 XZ Slice:CSU-w1

Maus ES Zellkolonie
Fluoreszenzprobe:  H2B-EGFP(Anregung:488 nm) mCherry-MBD-NLS(Anregung: 561 nm)
Objektivlinse:  60 x Silikon
Z-Abschnitte / Stapel:  100 um (0,4m / 251 Stücke)
Mit freundlicher Genehmigung von Jun Ueda, Ph.D. und Kazuo Yamagata, Ph.D., Center for Genetic Analysis of Biological Responses, The Research Institute for Microbial Diseases, Osaka University

Thin sample:Conventional,Thick sample:Conventional,Thick sample:CSU-W1

Flexibel

Flexibel wählbare Funktionen, um vielseitige Anwendungen zu ermöglichen.

Spiralloch mit hoher Konfokalität (Optionale Komponente)

Zusätzlich zu unserer konventionellen 50-um-Spirallochgröße, ist eine 25-um-Spirallochgröße mit höherer Konfokalität verfügbar.
Mithilfe des benutzerfreundlichen, motorisierten Scheibenwechselmechanismus können entweder eine oder beide Spirallochgrößen ausgewählt werden.

Disk unit

Neues Hellfeld durch Pfad (Standard)

Ein neuer Mechanismus, mit dem die Disks aus dem Lichtpfad bewegt werden können, ermöglicht eine viel leichtere Projektion konfokaler und nicht-konfokaler Bilder wie z. B. Phasenkontrast.

Simultane duale Farbbildgebungsmechanismen
(T2- und T3-Modelle)

Das CSU-W1 bietet, ergänzend zu dem dualen Kameramodell, ein Einzelkameramodell für eine geteilte Sicht; beide sind eine starke Verbesserung im Vergleich zu den CSU-X1-Systemen. Dank des weiten Sichtfelds (FOV) bietet selbst die geteilte Sicht einen 2 mal breiteren Bildbereich als das alte Modell. Durch Verwendung mehrerer dichroitischer Spiegel ist es möglich, verschiedene Farbkombinationen für eine zweifarbige Bildgebung auszuwählen*1 sowohl mit dem Zwei-Kamera-Modell als auch dem Modell für geteilte Sicht.

Das CSU-W1 bietet eine Auswahl zwischen insgesamt drei Basiskonfigurationen, zwei Spirallochgrößen, Optionen für nahe Infrarot-Beobachtung und einen externen Lichtpfad, der für vielseitige Anwendungen, wie z.B. Photobleichen, nützlich ist. Währenddessen ist der Hellfeld-Lichtpfad nun ein Standardmerkmal. Sämtliche Schaltmechanismen in dem CSU-W1 sind voll motorisiert und somit für automatisierte Versuchsabläufe geeignet.

Basiskonfigurationen

Das CSU-W1 bietet insgesamt drei Basiskonfigurationen für mehrfarbige Bildgebung [Multicolor-Imaging]; 1) Sequentielle Bildgebung mit einer Kamera und einem Filterrad, 2) Simultane zweifarbige Bildgebung mit zwei Kameras, und 3) zweifarbige Bildgebung mit geteilter Sicht [zweifarbiges Split-View-Imaging] mit einer Kamera, die von 2 optischen Pfaden (Strahlengängen) geteilt wird. Sämtliche Funktionen sind nach der Installation erweiterbar.

Basic Configurations

Filter

Filter

Option

SoRa-Disk

Die optische Auflösung wurde durch Verwendung einer Superauflösungstechnik, die auf einer konfokalen Rotationsscheibentechnologie basiert, um einen Faktor von ca. 1,4 verbessert. Des Weiteren wird eine endgültige Auflösung, die ungefähr zweimal jener der optischen Grenze entspricht, durch Dekonvolution erreicht.
Erweiterung von CSU-W1:CSU-W1 SoRa

Nahinfrarot (NIR)-Port

Der NIR-Port bietet ein Anregungspotential von bis zu 785 nm, wodurch eine weniger invasive Tiefenbildgebung ermöglicht wird. Der NIR-Laser wird mittels einer speziellen Lichtleitfaser auf dieselbe Weise wie sichtbare Laser eingekoppelt. Es besteht die Möglichkeit, NIR und sichtbare Laser innerhalb des CSU-W1-Systems miteinander zu kombinieren, um eine simultane Anregung zu realisieren.

Externer Lichtpfad

Der externe Lichtpfad bietet durch das Bypassing der Disk den direkten Weg zum Mikroskop. Vielseitige Anwendungen, wie z. B. Photo-Aktivierung, sind durch Anschließen eines externen Lichtscanners an diesen Port möglich.

Linsenschalter

Der neu konzipierte motorisierte Linsenschalter zwischen 2 Relaislinsen ist nützlich, um die CSU-W1 Bildgröße an verschiedene Kameratypen anzupassen, sowie auch für einen einfachen Vergrößerungswechsel ohne Austausch der Objektivlinsen.

Variable Blende

Die variable Blende zum Wechseln der Laserbeleuchtungsfläche, und somit der Bildgebungsfläche durch das CSU-W1, dient der Minimierung von Laserschäden in der Probe.

Wählbare Option

Option 1-Kamera-Modell 2-Kamera-Modell Split-View-Modell
NIR-Port ×
Externer Lichtpfad ×
Variable Blende × Nicht zutreffend
Kamera Port Linse Wählen Sie aus:
0,83x, 1x
Wählen Sie aus:
0,83x, 1x
(1 Kamera)
Wählen Sie aus:
0,83x, 1x
(2 Kamera)
Wählen Sie aus:
0,83x, 1x
Zusätzliche Linse
für Linsenschalter
Auswählbar aus 0,83x, 1x, 2x Nicht zutreffend

2-Kamera-Modell, 1-Kamera-Modell

2 Camera model, 1 Camera model

 

Split-View-Modell

Split-view model

*1  2-Kamera-Modell *2  2-Kamera-Modell und Split-View-Modell
*3  1-Kamera-Modell und 2-Kamera-Modell *4 in Entwicklung

Äußere Abmessungen

External dimensions

Mikroskop-Einrichtung

Zeiss Axio Observer
Zeiss Axio Observer

Nikon ECLIPSE Ti
Nikon ECLIPSE Ti

Olympus IX83
Olympus IX83

Leica DMi8
Leica DMi8

Datenblätter
Ausführung 1-Kamera-Modell (T1) 2-Kamera-Modell (T2) Split-View-Modell (Modell mit geteilter Sichtt, T3)
Konfokale Scanning-Methode Mikrolinsen-erweitertes Nipkow-Scheiben-Scanning
Spinning-Geschwindigkeit 1.500 min−1 – 4.000 min−1 Max. 200 fps
Externe Synchronisierung Scan-Geschwindigkeit Synchronisierung durch Impulssignale Eingang/Ausgang: TTL-Pegel 300 Hz bis zu 800 Hz
Disk-Unit Bis zu 2 Disks von 50 um auswählbar
(für hohe Vergrößerung)
und 25 um (für geringe Vergrößerung)
Motorisiertes Umschalten
Hellfeld Motorisierter Wechsel zwischen konfokal und Hellfeld
Effektives FOV 17×16 mm
Anregungswellenlänge 405 nm - 785 nm
Lasereinführung Yokogawa's Standardfaser*1 VIS-Laserport (405 - 647 nm)
【Option】NIR-Laserport (685 - 785 nm)
Beobachtungswellenlänge 420 nm - 850 nm
Umschaltung auf dichroitischen Spiegel Motorisierter 3CH (Dichroitischer Spiegelblock kann ausgetauscht werden)
Emissionsfilterrad 10-Positionen-Filterrad
Filtergrößeφ25 mm
Umschaltgeschwindigkeit*2 : max. 100 ms (Standardmodus), max. 40 ms (Hochgeschwindigkeitsmodus)
6-Positionen-Filterrad
Filtergrößeφ25 mm
Umschaltgeschwindigkeit*2 : max. 100 ms
Externe Steuerung RS-232C
Mikroskophalterung Yokogawa Original
Kameraadapter C Halterung 1 x (Variable Vergrößerung: 0,83 x )
Lichteingang 【Option】Photo Breach etc.
Betriebsumgebung 15–30oC、20–75 % r. F., Keine Kondensation
Stromverbrauch Eingang: 100–240 V AC ±10 % 50–60 Hz, max. 250 VA
Außendimension Haupteinheit 327,1 (B) x
251,5 (D) x
475,1 (H) mm
471,6 (B) x
251,5 (D) x
475,1 (H) mm
420,8 (B) x
251,5 (D) x
373,6 (H) mm
Stromeinheit 225,4 (B) x 151,9 (D) x 378,3 (H) mm
Gewicht Haupteinheit 17 kg 20,5 kg 18 kg
Stromeinheit 4,5 kg
Anbaubares Mikroskop Olympus IX Serien, Nikon ECLIPSE Ti , Zeiss Axio Observer, Leica DMI Serien*3

*1 Jedes CSU-W1-Setup einschließlich optischer Faser wird im Werk optimal vorkonfiguriert. Informieren Sie sich deshalb bitte vorab, falls Sie über einen Austausch der optischen Faser nachdenken sollten.
*2 Angrenzende Position.
*3 Einige Mikroskope / Optionen könnten eine Einschränkung des FOV des CSU-W1 oder der Verbindung mit dem CSU-W1 bedeuten; daher bitte vorab entsprechende Informationen einholen

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Applikations-beschreibungen
Übersicht:

Wide and Clear
Confocal Scanner Unit

Übersicht:

Time-lapse imaging : Early stage mouse embryo

Following the injection of mouse embryos with mRNA, nearly 25,000 multicolor and multilayer confocal images of the embryos were acquired over 48 hour period as they developed to the blastocysts stage.Thereafter, they were transferred to a recipient mouse that gave birth to healthy pups, each of which developed normally and had full reproductive capability.This is firm evidence that long-term, multi-dimensional confocal imaging with CSU causes no harm to a delicate specimen such as an early stage embryo.

Early stage mouse embryo

Time lapse (MIP)  |  Full size movie Play

Measurement condition
Z-sections/
stack
100um
(1um/101slices)
Fluorescent probe 488nm:
H2B-EGFP
561nm:
mCherry-MBD-NLS
Pinhole 50um
Objective lens 60x silicone
Total time 48 hours
(Interval:10mins)
 Early stage mouse embryo

Excerpts from Time lapse (MIP of chromosome)

Data:  Kazuo Yamagata, Ph.D., Center for Genetic Analysis of Biological Responses, The Research Institute for Microbial Diseases, Osaka University

Applikations-beschreibungen
Übersicht:

List of Selected Publications : CSU-W1

Übersicht:

The neuronal network is a computing system that transforms input to output. This computation involves complex nonlinear processes through polysynaptic feedforward and feedback microcircuitry, and thus cannot be addressed either with isolated neuron responses or averaged multineuronal responses. Functional multineuron calcium imaging (fMCI) is promising to solve this problem.
The fMCI is a large-scale recording technique that simultaneously monitors the firing activity of more than a thousand neurons through their somatic Ca2+ signals.
Because of several advantages, including i) simultaneous recording from numerous neurons, ii) single-cell resolution, iii) identifiable location of recorded neurons, and iv) detection of non-active neurons during the observation period, fMCI attracts attention as a new-generation large-scale recording method.
In vitro fMCI is made more sophisticated by using multipoint ilumination and scanning with the CSU in combination with low-intensity lasers and an EM-CCD (electron-multiplying charge-coupled device) camera.
This CSU system allows to achieve ultra-high-speed and high-resolution fMCI in hippocampal slices; the Ca2+ fluorescent intensity of a large number of neurons can be monitored at the speed of up to 2,000 frames per second. This is one of the applications that make best use of the high-speed performance of the CSU Confocal Scanner Unit.

fMCI

Data: Yuji Ikegaya, PhD, Associate Professor at University of Tokyo Graduate School of Pharmaceutical Sciences.

 


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Übersicht:

To investigate interactive dynamics of the intracellular structures and organelles in the stomatal movement through live imaging technique, a CSU system was used to capture 3-dimensional images (XYZN) and time-laps images (XYT) of guard cells.

Übersicht:

In the fertilization and early embryonic development process, various events are spatiotemporally controlled, and many events are connected in the cause-effect relations toward the final goal of ontogenesis. To understand the mechanism of this process, conventional experimental techniques by fixing and destruction of the cells have limitations. If this process can be observed over time and the development process can be continued after the observation, it will open a new era in the Genetics research. A mammalian developmental biology researcher, Dr. Kazuo Yamagata, established such technique by using the CSU system.
He successfully imaged mouse embryos over a long period of time, from the post-fertilization through to the blastocyst stage, to acquire approximately 60,000 of 3D confocal images. Thereafter, the embryos were transferred to a recipient mouse, and the pups were born all normally, grew healthy, and were capable of reproduction; a firm evidence that this early embryo imaging technique does not adversely affect the process of full-term development. The high speed image acquisition and extremely low excitation light unique for the CSU system enabled greatly reduced phototoxicity and realized intensive but damage-free long time observation. Only by using this technology which does no harm on the embryonic development, it is possible to “utilize the same embryo after intensive analysis by imaging” , and thus to investigate cause- and-effect relationship of various early stage phenomena and their influence on the development.

Experimental flow
Movie example

Figure : The long-time, multi-dimensional live cell imaging on early stage embryos does not affect the process of ontogenesis.
(a) Experimental flow
(b) Movie example: Images were acquired at 7.5-minute intervals over approximately 70 hours.
      This figure shows extracted images at 2-hour intervals.
    Each image is the maximum intensity projection of a total of 51 images in the Z-axis direction.
    Green:Spindle (EGFP-α‒tubulin), Red:Nucleus (H2B-mRFP1)
 

Experimental conditions
Total time 70 hours
Interval 7.5 min/stack
Z-axis slices 51 sections (at 2μm intervals)
Channel 3(DIC, EGFP, mRFP1)
Position 6(Total 72 embryos)
Laser power(Measured at objective lens) 488nm (0.281 mW), 561nm (0.225 mW)


Data: Kazuo Yamagata, PhD., Laboratory for Genomic Reprogramming,Center for Developmental Biology, Riken


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Übersicht:

Real time live cell imaging of mitochondria

Image provided by Dr. Kaoru Kato, Biomedical Research Institute, National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (AIST)


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Übersicht:

In recent years, obese adipose tissue is attracting attention as an “active metabolic organ” that causes various diseases. Especially, visceral obesity and inflammation play a central role in metabolic syndrome. It was found that visceral obesity caused remodeling of adipose tissues based on chronic inflammation, and insulin resistance was occurred, which eventually leads to development of arteriosclerosis lesion, and cause new blood vessel events.
To elucidate the molecular mechanisms of pathological conditions consisted by the complicated and multi-cellular abnormal interactions in remodeling tissues, an “in vivo molecular imaging” based on the CSU system was developed.
By using this technique, it becomes possible to precisely evaluate the three-dimensional changes in the structures in living tissue, and the multi-cellular dynamics in vivo with high time and spatial resolutions.

 

Images of the remodeling of adipose tissue in live animals

Figure 1: Images of the remodeling of adipose tissue in live animals
a: Conventional adipose tissue specimen (lean, db/+ mouse)
b & c: Images of a white adipose tissue of an 8-week-old thin mouse (lean, db/+)
d: Adipose tissue of an 8-week-old obese animal (obese, db/db)
 

 

An example of real-time multi-color movie of microcirculation in mouse

Figure 2: An example of real-time multi-color movie of microcirculation in mouse, which clearly shows dynamic movement and interactions among leucocytes, platelets, macrophages and endothelium.

 

Application of “ in vivo molecular imaging” on various organs

Figure 3: Application of “ in vivo molecular imaging” on various organs
(Blood flow images of a: Skeletal muscle, b: Liver, c & d: Kidney glomeruli)

Data: Satoshi Nishimura M.D., Ph.D www.invivoimaging.net
Dept. of Cardiovascular Medicine, Translational Systems Biology and Medicine Initiative,
The University of Tokyo & PRESTO, Japan Science and Technology Agency


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The World as Seen from Cells
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