Konfokales Scanning-System CSU-X1

Schneller, Heller und Vielseitiger

Das CSU-X1 ist das Hochgeschwindigkeitsmodell unserer CSU-Serien, das allgemein als das leistungsstärkste Tool im Bereich des Live-Cell-Imagings anerkannt sind.

  • Weltweit schnellste Scan-Geschwindigkeit von bis zu 2.000 fps
  • Mikrolinsen-erweitertes Nipkow-Scheiben-Scanning
  • Filterrad mit sechs Filterpositionen (in High-End-Modell)
  • Austauschbarer dichroitischer Spiegelblock und Emissionsfilter
  • 3 Einstellungen: 1-Kamera-Modell, 2-Kamera-Modell, Hellfeld-Modell
  • CO2 - Emissionen um 40 % reduziert

LCA

Grundsätze der Mikrolinsen-verbesserten Nipkow-Scheiben-Scanning-Technik

Eine Nipkow-Rotationsscheibe, die ungefähr 20.000 Spirallöcher enthält, und eine zweite Rotationsscheibe mit der gleichen Anzahl an Mikrolinsen zur Fokussierung des Anregungslaserlichts in das jeweils entsprechende Spiralloch sind mechanisch an einen Motor befestigt und scannen während ihrer Rotation bei sehr hoher Geschwindigkeit das Sichtfeld mit ungefähr 1.000 Laserstrahlen (Rasterscan-Verfahren) ab. Das Spiralloch- und Mikrolinsenmuster sind in unserem urheberrechtlich geschützten Design so angeordnet, dass sie der Optimierung des Rasterscans dienen. Das Multistrahl-Scanning mit dem CSU-X1 bringt nicht nur eine Erhöhung der Scanning-Geschwindigkeit mit sich, sondern auch eine erheblich geringere Photobleiche und Phototoxizität, da die mehrfache Anregung nur einen geringen Anteil der Laserleistung auf die Probe befördert, um die Fluoreszenz vollständig anzuregen.

nipkowdisk

Schneller

  • Die weltweit schnellste Scan-Geschwindigkeit (bis zu 2.000 fps im Vollformat).
  • Yokogawa's urheberrechtlich geschütztes Filterrad mit sechs Filterpositionen bewegt sich mit einer Geschwindigkeit von 33 ms zur benachbarten Position; die weltweit schnellste Geschwindigkeit auf diesem Gebiet.

Heller

Verdoppelt*1 Die Effizienz der Anregungsleistung durch neu entwickelte Strahlformungslinse erlaubt die Verwendung von Lasern mit geringerer Leistung und könnte die Kamerabelichtungszeit reduzieren.

efficiency
















Verdreifacht*1 S/N (Signal-Rausch-Verhältnis): Durch eine Reduzierung des Hintergrundrauschens um ein Drittel, wird die Möglichkeit der wirklichen Schwachlicht-Bildgebung erweitert. Erheblich heller*1 Bilder durch Verwendung höchst effizienter dichroitischer Spiegel und Emissionsfilter.

Optical path comfiguration


Vielfältiger: 2.-Kamera-Option*1

Sie können entweder simultan zwei verschiedene Emissionsbereiche mit zwei Kameras abbilden oder selektiv eine der beiden von Ihnen installierten Kameras nutzen, die am besten Ihren aktuellen experimentellen Anforderungen entspricht. Für jeden Kameraanschluss können Sie die Installation eines Hochgeschwindigkeits-Filterrads auswählen (optional). Zusätzlich zu dem Standard-C-Mount-Adapter sind Adapter für die 8X8 EMCCD-Kamera und F-Mount-Kamera verfügbar (optional).

More Versatile -Second Camera Port Option


Vielfältigere Bright-Field-Path-Option*2

Dies ermöglicht Ihnen, eine Kamera sowohl für konfokales Imaging mit dem CSU-X1 als auch für (nicht-konfokales) Hellfeld-Imaging durch den Umgehungslichtpfad (Bypass-Lichtpfad) zu verwenden.


Vielfältiger – Austauschbarer Spiegelblock und austauschbare Filter

Einfach auszutauschender dichroitischer Spiegelblock und Emissionsfilter.

*1 Es ist erforderlich, dass Sie Ihre Auswahl an handelsüblichen dichroitischen Spiegeln für simultanes Multicolor-Imaging benutzen.

*2 Die Hellfeld-Option ist aufgrund sterischer Interferenz für manche Mikroskopie-Einrichtungen nicht geeignet. Bitte erkundigen Sie sich bezgl. der Anwendbarkeit.

High-End-Model (6-Positionen-Filterrad)

High-End-Model (12-Positionen-Filterrad)

Basismodell

  Haupteinheit*1 Haupteinheit +
Hellfeld*2
Haupteinheit +
Zweite Kamera2
Konfokale Scanning-Methode Mikrolinsen-erweitertes Nipkow-Scheiben-Scanning
Scan-Geschwindigkeit Wahl: 1.500 ~ 5.000 min–1 (Standard)
1.500 ~ 10.000 min−1 (Hochgeschwindigkeit)*3
Externe Synchronisierung Sychronisierung der Scan-Geschwindigkeit durch Pulssignale
Eingang: TTL-Pegel 300 Hz ~ 2 KHz
Entspricht der Rotationsgeschwindigkeit der Nipkow-Scheibe
1.500 ~ 10.000 min–1*3
Anregungswellenlänge 405 ~ 647nm
Zweiter Port - Hellfeld Zweite Kamera
Dichroitischer Spiegel Option*4
Umschaltung auf dichroitischen Spiegel Automatischer 3CH
(Dichroitischer Spiegelblock kann austauschbar sein)
Laserstrahl-Input AFC-Anschluss (Poliert 8 Grad)
Optische Faser Die Einzelmodus-Polarisations-bewahrende Standardfaser von Yokogawa*5
Filterrad
(Emissionsseite)
Filterrad mit sechs Filterpositionen
Emissionsfilter Option*4
Betriebspanel Schalter zum Öffnen / Schließen des Laserverschlusses
Externe Steuerung RS-232C Schnittstelle über Steuerungseinheit
Mikroskophalterung C-Mount-Adapter
Betriebsumgebung 15 ~ 40 ℃ / 20 ~ 75 % r. F.
Stromverbrauch
(Haupteinheit)
24 V DC, max. 1 A
Stromverbrauch
(AC-Adapter)
Eingang: 100 bis 240 V AC±10 %, 50 oder 60 Hz±3 Hz, max. 75 W
Ausgang: 24 V DC; max. 2,5 A
Außendimension*6 175 (B)×328,5 (H)×301,5 (L) mm 175 (B)×328,5 (H)×301,5 (L) mm 175 (B)×328,5 (H)×301,5 (L) mm
Gewicht*7 8,9 kg 11,7 kg 13,0 kg

*1 Versorgt durch eine Steuerungseinheit (für Filterrad) und ein Filterrad.
*2 Versorgt durch zwei Steuerungseinheiten (eine für Filterrad und für Hellfeld) und ein Filterrad.
*3 Option.
*4 Filter sind nicht enthalten (Anregungsfilter, Emissionsfilter, Dichroitischer Spiegel) . Bitte Bedarf prüfen.
*5 Versorgt durch jede CSU-X1 Haupteinheit.
*6 Ausschließlich hervorstehende Teile. Einschließlich Filterrad.

  Haupteinheit*1 Haupteinheit +
Hellfeld*2
Haupteinheit +
Zweite Kamera2
Konfokale Scanning-Methode Mikrolinsen-erweitertes Nipkow-Scheiben-Scanning
Scan-Geschwindigkeit Wahl: 1.500 ~ 5.000 min–1 (Standard)
1.500 ~ 10.000 min−1 (Hochgeschwindigkeit)*3
Externe Synchronisierung Sychronisierung der Scan-Geschwindigkeit durch Pulssignale
Eingang: TTL-Pegel 300 Hz ~ 2 KHz
Entspricht der Rotationsgeschwindigkeit der Nipkow-Scheibe
1.500 ~ 10.000 min–1*3
Anregungswellenlänge 405 ~ 647nm
Zweiter Port - Hellfeld Zweite Kamera
Dichroitischer Spiegel Option*4
Umschaltung auf dichroitischen Spiegel Automatischer 3CH
(Dichroitischer Spiegelblock kann austauschbar sein)
Laserstrahl-Input AFC-Anschluss (Poliert 8 Grad)
Optische Faser Die Einzelmodus-Polarisations-bewahrende Standardfaser von Yokogawa*5
Filterrad
(Emissionsseite)
Filterrad mit 12 Filterpositionen
Emissionsfilter Option*4
Betriebspanel Schalter zum Öffnen / Schließen des Laserverschlusses
Externe Steuerung RS-232C Schnittstelle über Steuerungseinheit
Mikroskophalterung C-Mount-Adapter
Betriebsumgebung 15 ~ 40 ℃ / 20 ~ 75 % r. F.
Stromverbrauch
(Haupteinheit)
24 V DC, max. 1 A
Stromverbrauch
(AC-Adapter)
Eingang: 100 bis 240 V AC±10 %, 50 oder 60 Hz±3 Hz, max. 75 W
Ausgang: 24 V DC; max. 2,5 A
Außendimension*6 258 (B)×329,8 (H)×213,4 (L) mm 259 (B)×374,3 (H)×248 (L) mm

309,8 (B)×329,8 (H)×392 (L) mm

Gewicht*7 7,8 kg 10,6 kg 12,2 kg

*1 Versorgt durch eine Steuerungseinheit (für Filterrad) und ein Filterrad.
*2 Versorgt durch zwei Steuerungseinheiten (eine für Filterrad und für Hellfeld) und ein Filterrad.
*3 Option.
*4 Filter sind nicht enthalten (Anregungsfilter, Emissionsfilter, Dichroitischer Spiegel) . Bitte Bedarf prüfen.
*5 Versorgt durch jede CSU-X1 Haupteinheit.
*6 Ausschließlich hervorstehende Teile. Einschließlich Filterrad.

  Haupteinheit*1 Haupteinheit +
Hellfeld*2
Haupteinheit +
Zweite Kamera2
Konfokale Scanning-Methode Mikrolinsen-erweitertes Nipkow-Scheiben-Scanning
Scan-Geschwindigkeit Wahl: 1.500 ~ 5.000 min–1 (Standard)
1.500 ~ 5.000 min−1 (Hochgeschwindigkeit)*3*4
1.500 ~ 10.000 min−1 (Hochgeschwindigkeit)*3*4
Externe Synchronisierung Option*4
Anregungswellenlänge 405 ~ 647nm
Zweiter Port

-

Hellfeld Zweite Kamera
Dichroitischer Spiegel Option*5
Umschaltung auf dichroitischen Spiegel Manueller 1CH
(Dichroitischer Spiegelblock kann austauschbar sein)
Laserstrahl-Input AFC-Anschluss (Poliert 8 Grad)
Optische Faser Die Einzelmodus-Polarisations-bewahrende Standardfaser von Yokogawa*6
Filterrad
(Emissionsseite)
-
Emissionsfilter Option*5
Betriebspanel Schalter zum Öffnen / Schließen des Laserverschlusses
Externe Steuerung -*4
Mikroskophalterung C-Mount-Adapter
Betriebsumgebung 15 ~ 40 ℃ / 20 ~ 75 % r. F.
Stromverbrauch
(Haupteinheit)
24 V DC, max. 1 A
Stromverbrauch
(AC-Adapter)
Eingang: 100 ~ 240 V AC ±10 %, 50 oder 60 Hz, max. 75 W
Ausgang: 24 V DC, max. 2,5 A
Außendimension*6 175 (B)×328,5 (H)×213,4 (L) mm 259 (B)×373 (H)×213,4 (L) mm

308,5 (B)×328,5 (H)×213,4 (L) mm

Gewicht*7 7,5 kg 10,0 kg 10,0 kg

*1 Versorgt durch eine Steuerungseinheit (für Filterrad) und ein Filterrad.
*2 Versorgt durch zwei Steuerungseinheiten (eine für Filterrad und für Hellfeld) und ein Filterrad.
*3 Option.
*4 Erfordert Steuerungseinheit zur Kontrolle der Rotationsgeschwindigkeit und externen Synchronisation.
*5 Keine Filter enthalten (Anregungsfilter, Emissionsfilter, Dichroitischer Spiegel) . Bitte Bedarf prüfen.
*6 Versorgt durch jede CSU-X1 Haupteinheit.
*7 Ausschließlich hervorstehende Teile.

Steuerungseinheit・Filterrad

Regelungseinheit
Typ für 6-Positionen-Filterrad (F1) für 12-Positionen-Filterrad (F2) für Hellfeld (B1)
Betriebsbedingung 15 ~ 40 ℃ 20 ~ 75 % r. F.
Stromverbrauch Eingang: 100 bis zu 240 V AC ± 10 %, 50 oder 60 Hz, max. 200 VA
Außendimension
(mm)
213 (B)×132 (H)×438 (L) mm
Gewicht ( 5,2 kg 5,2 kg 5,1 kg

 

6-Positionen-Filterrad für CSU-X1
Betriebsbedingung 15 ~ 40 ℃ 20 ~ 75 % r. F.
Stromverbrauch -
Außendimension 112(B)×226(D)×100(H)
Gewicht 1,9 kg

 

12-Positionen-Filterrad für CSU-X1
Betriebsbedingung 15 ~ 40 ℃ 20 ~ 75 % r. F.
Stromverbrauch -
Außendimension 154 (B)×98 (D)×154 (H)
Gewicht 2,4 kg

Vergleich zwischen Ziel- und Referenzprodukt

Comparison between target and referenced product

  Zielprodukt: CSU-X1 Referenzprodukt: CSU 22 + Filterrad
Energie (MJ) CO2-Emissionen (kg) NOx-Emissionen (g) SOx-Emissionen (g) Energie (MJ) CO2-Emissionen (kg) NOx-Emissionen (g) SOx-Emissionen (g)
Rohmaterialien 2.335,5 132,5 337,1 130,1 2.610,0 148,0 374,9 147,1
Komponenten 10.510,2 494,5 1.423,4 452,8 15.329,2 728,1 2.061,7 671,7
Bearbeitung und Montage 1.542,9 68,7 214,1 56,8 2.259,8 100,7 313,6 83,1
Logistik 2.717,7 185,5 210,8 471,1 3.211,7 218,9 252,3 553,9
Verbrauch 36.713,5 1.635,9 5.094,8 1.351,5 66.087,0 2.944,8 9.171,0 1.126,4
Entsorgung -569,9 -31,9 -75,7 -33,6 -612,8 -34,5 -81,2 -37,4
Gesamt 53.249,8 2.485,3 7.204,4 2.428,8 88.884,8 4.106,0 12.092,2 3.851,5
Funktionsfaktor 40,1 % 39,5 % 40,4 % 36,9 %  

 Hinweis: Der Wert des Referenzprodukts wird auf Basis des Funktionsfaktors berechnet. Funktionsfaktor:2,16

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Übersicht:

To investigate interactive dynamics of the intracellular structures and organelles in the stomatal movement through live imaging technique, a CSU system was used to capture 3-dimensional images (XYZN) and time-laps images (XYT) of guard cells.

Übersicht:

In the fertilization and early embryonic development process, various events are spatiotemporally controlled, and many events are connected in the cause-effect relations toward the final goal of ontogenesis. To understand the mechanism of this process, conventional experimental techniques by fixing and destruction of the cells have limitations. If this process can be observed over time and the development process can be continued after the observation, it will open a new era in the Genetics research. A mammalian developmental biology researcher, Dr. Kazuo Yamagata, established such technique by using the CSU system.
He successfully imaged mouse embryos over a long period of time, from the post-fertilization through to the blastocyst stage, to acquire approximately 60,000 of 3D confocal images. Thereafter, the embryos were transferred to a recipient mouse, and the pups were born all normally, grew healthy, and were capable of reproduction; a firm evidence that this early embryo imaging technique does not adversely affect the process of full-term development. The high speed image acquisition and extremely low excitation light unique for the CSU system enabled greatly reduced phototoxicity and realized intensive but damage-free long time observation. Only by using this technology which does no harm on the embryonic development, it is possible to “utilize the same embryo after intensive analysis by imaging” , and thus to investigate cause- and-effect relationship of various early stage phenomena and their influence on the development.

Experimental flow
Movie example

Figure : The long-time, multi-dimensional live cell imaging on early stage embryos does not affect the process of ontogenesis.
(a) Experimental flow
(b) Movie example: Images were acquired at 7.5-minute intervals over approximately 70 hours.
      This figure shows extracted images at 2-hour intervals.
    Each image is the maximum intensity projection of a total of 51 images in the Z-axis direction.
    Green:Spindle (EGFP-α‒tubulin), Red:Nucleus (H2B-mRFP1)
 

Experimental conditions
Total time 70 hours
Interval 7.5 min/stack
Z-axis slices 51 sections (at 2μm intervals)
Channel 3(DIC, EGFP, mRFP1)
Position 6(Total 72 embryos)
Laser power(Measured at objective lens) 488nm (0.281 mW), 561nm (0.225 mW)


Data: Kazuo Yamagata, PhD., Laboratory for Genomic Reprogramming,Center for Developmental Biology, Riken


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Übersicht:

The neuronal network is a computing system that transforms input to output. This computation involves complex nonlinear processes through polysynaptic feedforward and feedback microcircuitry, and thus cannot be addressed either with isolated neuron responses or averaged multineuronal responses. Functional multineuron calcium imaging (fMCI) is promising to solve this problem.
The fMCI is a large-scale recording technique that simultaneously monitors the firing activity of more than a thousand neurons through their somatic Ca2+ signals.
Because of several advantages, including i) simultaneous recording from numerous neurons, ii) single-cell resolution, iii) identifiable location of recorded neurons, and iv) detection of non-active neurons during the observation period, fMCI attracts attention as a new-generation large-scale recording method.
In vitro fMCI is made more sophisticated by using multipoint ilumination and scanning with the CSU in combination with low-intensity lasers and an EM-CCD (electron-multiplying charge-coupled device) camera.
This CSU system allows to achieve ultra-high-speed and high-resolution fMCI in hippocampal slices; the Ca2+ fluorescent intensity of a large number of neurons can be monitored at the speed of up to 2,000 frames per second. This is one of the applications that make best use of the high-speed performance of the CSU Confocal Scanner Unit.

fMCI

Data: Yuji Ikegaya, PhD, Associate Professor at University of Tokyo Graduate School of Pharmaceutical Sciences.

 


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Applikations-beschreibungen
Übersicht:

Faster, Brighter, and More Versatile
Confocal Scanner Unit

Übersicht:

Time-lapse imaging : Early stage mouse embryo

Following the injection of mouse embryos with mRNA, nearly 25,000 multicolor and multilayer confocal images of the embryos were acquired over 48 hour period as they developed to the blastocysts stage.Thereafter, they were transferred to a recipient mouse that gave birth to healthy pups, each of which developed normally and had full reproductive capability.This is firm evidence that long-term, multi-dimensional confocal imaging with CSU causes no harm to a delicate specimen such as an early stage embryo.

Early stage mouse embryo

Time lapse (MIP)  |  Full size movie Play

Measurement condition
Z-sections/
stack
100um
(1um/101slices)
Fluorescent probe 488nm:
H2B-EGFP
561nm:
mCherry-MBD-NLS
Pinhole 50um
Objective lens 60x silicone
Total time 48 hours
(Interval:10mins)
 Early stage mouse embryo

Excerpts from Time lapse (MIP of chromosome)

Data:  Kazuo Yamagata, Ph.D., Center for Genetic Analysis of Biological Responses, The Research Institute for Microbial Diseases, Osaka University

Applikations-beschreibungen
Übersicht:

List of Selected Publications : CSU-X1

Übersicht:

In recent years, obese adipose tissue is attracting attention as an “active metabolic organ” that causes various diseases. Especially, visceral obesity and inflammation play a central role in metabolic syndrome. It was found that visceral obesity caused remodeling of adipose tissues based on chronic inflammation, and insulin resistance was occurred, which eventually leads to development of arteriosclerosis lesion, and cause new blood vessel events.
To elucidate the molecular mechanisms of pathological conditions consisted by the complicated and multi-cellular abnormal interactions in remodeling tissues, an “in vivo molecular imaging” based on the CSU system was developed.
By using this technique, it becomes possible to precisely evaluate the three-dimensional changes in the structures in living tissue, and the multi-cellular dynamics in vivo with high time and spatial resolutions.

 

Images of the remodeling of adipose tissue in live animals

Figure 1: Images of the remodeling of adipose tissue in live animals
a: Conventional adipose tissue specimen (lean, db/+ mouse)
b & c: Images of a white adipose tissue of an 8-week-old thin mouse (lean, db/+)
d: Adipose tissue of an 8-week-old obese animal (obese, db/db)
 

 

An example of real-time multi-color movie of microcirculation in mouse

Figure 2: An example of real-time multi-color movie of microcirculation in mouse, which clearly shows dynamic movement and interactions among leucocytes, platelets, macrophages and endothelium.

 

Application of “ in vivo molecular imaging” on various organs

Figure 3: Application of “ in vivo molecular imaging” on various organs
(Blood flow images of a: Skeletal muscle, b: Liver, c & d: Kidney glomeruli)

Data: Satoshi Nishimura M.D., Ph.D www.invivoimaging.net
Dept. of Cardiovascular Medicine, Translational Systems Biology and Medicine Initiative,
The University of Tokyo & PRESTO, Japan Science and Technology Agency


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