Unsere Lösungen im Bereich der Mikroskopie und Biowissenschaften wurden zur Unterstützung von Anwendungen aus der Grundlagenforschung, der Arzneimittelforschung und präklinischen Studien entworfen.
Yokogawas High-Content-Analysis-Systeme und konfokale Dual-Spinning-Disk-Technologien kommen in der Regenerationsmedizin, Arzneimittelforschung und Präzisionsmedizin zum Einsatz und bieten hier hochauflösendes Hochgeschwindigkeits-Live-Cell-Imaging.
Als Vorreiter auf dem Gebiet der Dualen-Spinning-Disk-Technologie ermöglicht Yokogawa mit seinen konfokalen Scanningsystemen Live-Cell-Imaging mittels herkömmlicher optischer Mikroskope
Unsere High-Content-Analysis-Systeme werden ergänzt durch leistungsstarke Analysis-Software, um ein möglichst breites Spektrum an Anwendungen abzudecken, von der Grundlagenforschung bis hin zum Arzneimittel-Screening.
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Yokogawa Life Science
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Die offizielle Liste der sozialen Netzwerke, in denen Yokogawa vertreten ist
| 8. April | 2019 |
FOM 2019 April 14-17, 2019 Wir präsntieren unser Produkt Spinning disk confocal "CSU-W1 SoRa". Link zu den Produkten |
| 16. Januar | 2019 |
SLAS 2019 4.-6. Februar 2019 Wir präsentieren unser Analysesystem "CellVoyager". Link zu den Produkten |
| 24. Oktober | 2018 |
ASCB/EMBO 2018 9.–11. Dezember 2018 -Tech Talks- 9. Dezember, 15:00–16:00 Uhr – Theater 2, Lernzentrum Konfokales Superauflösungs-Scanning-System CSU-W1 SoRa Moderator: Takuya Azuma: Chefdesigner von CSU-W1 Sora, Yokogawa wird unser brandneues Produkt CSU-W1 SoRa vorstellen.Hierbei handelt es sich um eine auf der konfokalen Spinning-Disk basierende Super-Resolution-Scanner-Einheit. In diesem Gespräch werden wir Merkmale und Prinzipien dieses Produkts vorstellen und schöne Bildbeispiele zeigen, die mit “CSU-W1 SoRa” aufgenommen wurden. Merkmale von “CSU-W1 SoRa”: 1) XY-Auflösung von ca. 120 nm. Die XY-Auflösung wurde mittels konfokaler Spinning-Disk-Technologie um ungefähr das 1,4-fache der optischen Grenze verbessert. Des Weiteren wird eine abschließende Auflösung von ungefähr dem Zweifachen der optischen Grenze durch Dekonvolution verwirklicht. 2) Ideal für Superauflösendes Live-Cell-Imaging Genau wie das CSU (Konfokales Scanning-System) kann auch das Hochgeschwindigkeits-Echtzeit-Imaging mit Superauflösung durchgeführt werden. Des Weiteren ist Live-Cell-Imaging unter Reduktion der Photobleiche und Phototoxizität möglich. 3) Das CSU is einfach anzuwenden. Superauflösende Bilder können ohne irgendeine besondere Vorbereitung der Stichprobe in Echtzeit verfolgt werden. Tieflagen-Beobachtung wird durch optische Unterteilung mittels konfokaler Technik ermöglicht. 4) Von CSU-W1 erweiterbar. Wenn Sie bereits über CSU-W1 verfügen, kann die SoRa Disk einfach hinzugefügt werden. |
| 14. September | 2018 |
Verkaufsfreigabe: High-Content-Analyse-Software CellPathfinder |
| 27. Juli | 2018 |
Verkaufsfreigabe: Konfokaler Hochgeschwindigkeits- und Superauflösungs-Scanner CSU-W1 SoRa |
| 11. Juni | 2018 |
SLAS 2018 Europa |
| 1. März | 2018 |
Verkaufsfreigabe: High-Content-Datenmanagementsystem CellLibrarian |
| 29. Dezember | 2017 |
SLAS 2018 3.–7. Februar 2018 |
| 29. Dezember | 2017 | Vertriebsneuigkeiten: Die Einstellung von CellVoyagerTM High-Throughput Cytological Discovery System CV7000S |
| 5. September | 2017 |
Verkaufsfreigabe: CellVoyagerTMHigh-Throughput Cytological Discovery System CV8000 |
| 19. Januar | 2017 |
High-Content-Screening-Konferenz SLAS 2017 Erfahren Sie mehr über die High-Content-Screening-Konferenz SLAS 2017. |
| 4. April | 2016 |
Posterpräsentation auf der 3D Zellkultur 2016, 19.–21. April 2016, Konzerthaus Freiburg / Deutschland Yokogawa Electric Corporation wird mit unserem konfokalen Bildzytometer CQ1 erfasste Daten auf der 3D Zellkultur 2016 vorlegen: Wie nah können wir an ‘in vivo’ herankommen? Modelle, Anwendung & Translation Auf dem Poster werden die Resultate des 3D-Live-Cell-Imaging und der Analyse der Migration und Netzwerkbildung von HUVEC-Zellen in einem mehrschichtigen Zellrasen gezeigt. Die Resultate legen dar, dass CQ1 ein exzellentes Forschungswerkzeug im Bereich der regenerativen Medizin und des Arneimittel-Screenings ist. *Die Daten wurden von BioProcess Systems Engineering Lab., Abt. Biotech., Grad. Sch. Eng., Universität Osaka zur Verfügung gestellt. |
| 10. Februar | 2016 | Yokogawa schließt Vertriebsvereinbarung mit Optec, LLC zum Vertrieb des konfokalen quantitativen Bildzytometers CQ1 auf den OPTEC-Geschäftsmärkten ab. |
| 1. Oktober | 2015 | Verkaufsfreigabe: Software für labelfreie Morphologieanalyse CellActivision |
Grundsätze der Konfokalen Spinning Disk (Rotationsscheibe)
Bei den gebräuchlichsten konventionellen Konfokalmikroskopen kommt ein einziger Laserstrahl zum Einsatz, um eine Probe zu scannen, während die CSU das Sichtfeld mit ungefähr 1.000 Laserstrahlen scannt, und zwar unter Verwendung von Mikrolinsen-erweiterten Nipkow-Scheibe-Scanning: kurz gesagt: die CSU kann 1.000 mal schneller scannen.
Unter Verwendung einer Scheibe, die Mikrolinsenarrays enthält, ist es uns in Verbindung mit der Nipkow-Scheibe gelungen, die Lichteffizienz erheblich zu verbessern und so das konfokale Echtzeit-Imaging von Lebendzellen zu ermöglichen.
Der erweiterte und gebündelte Laserstrahl beleuchtet die obere Scheibe, die ungefähr 20.000 Mikrolinsen enthält (Mikrolinsenarray-Scheibe). Jede Mikrolinse fokussiert den Laserstrahl auf das ihr entsprechende Spiralloch, wodurch die Laserintensität durch die in die Spirallochscheibe (Nipkow-Scheibe) platzierten Spirallöcher effektiv erhöht wird.
Mit der Mikrolinse kann die Rückstreuung des Laserlichts auf die Oberfläche der Pinhole-Disk signifikant reduziert werden, wodurch das Signal-Rausch-Verhältnis (S/N) konfokaler Bilder erheblich erhöht wird.
Ungefähr 1.000 die Spirallöcher passierende Laserstrahlen füllen die Öffnung der Objektivlinse und werden dann auf die Brennebene fokussiert. Die von der Probe generierte Fluoreszenz wird von der Objektivlinse eingefangen und zurück auf die Pinhole-Disk fokussiert, durch diese Löcher übertragen, um unscharfe Signale auszuschließen, durch den dichroitischen Spiegel umgelenkt, der sich zwischen Mikrolinsenarray-Scheibe und der Nipkow-Scheibe befindet, um das Fluoreszenzsignal des reflektierten Lasers zu teilen, durch den Emissionsfilter geleitet und dann in die Bildebene im Okular oder in der Kamera fokussiert.
Die Mikrolinsenarray-Scheibe und die Nipkow-Scheibe sind physikalisch aneinander befestigt und werden bei hoher Geschwindigkeit rotiert, um das gesamte Sichtfeld zu scannen, wodurch ermöglicht wird, konfokale fluoreszierende Bilder in Echtzeit durch das Okular des CSU-Kopfes zu sehen.
Im Vergleich zum konventionellen Einzelpunkt-Scanning erfordert das Multistrahl-Scanning durch die CSU ein erheblich niedrigeres Maß an Lichtintensität pro Einheitsbereich; dies bedeutet eine erheblich reduzierte Photobleiche und Phototoxizität bei Lebendzellen.
Konfokale Spinning Disk (Rotationsscheibe)
Mikrolinsen-erweiterte Nipkow-Scheiben-Technologie
Vergleich der Scanning-Methode
Punkt-Scanning
Scandauer 1 Zeile ＝ 1 [ms]
1000 Zeilen / Bild
Scanzeilen ＝ 1000 [Zeilen]
1×1000 ＝ 1000 [ms]
Scheiben-Scanning mittels CSU
Rotationsgeschwindigkeit ＝ 10000 [min−1] = 41,7 [s−1]
30°Rotation / Bild
1÷( 41,7×30/360 )＝ 0,5 [ms]
Visualizing the cell behavioral basis of epithelial morphogenesis and epithelial cancer progression
Faster, Deeper, and Clearer -in vivo molecular imaging technology-
Discovering the Basic Principles of Life through the Live Imaging of C. elegans
Use of the spinning disk confocal at the Harvard Medical School microscopy core.
Spinning Disk Confocal Microscopy for Quantitative Imaging and Multi-Point Fluorescence Fluctuation Spectroscopy.
New Era in Manmmalian Genetics Research: To utilize the same embryo after long-time 3D observation!
On-site manipulation of protein activities: Understanding intricate cell signaling pathways.
Getting Closer to “Plant Cell World”with High-speed Live Imaging and Image Information Processing.
Closing in on Neuronal Circuit Dynamics through High-speed, fMCI.
Comparison between CSU and conventional LSM in 4D movies.
To investigate interactive dynamics of the intracellular structures and organelles in the stomatal movement through live imaging technique, a CSU system was used to capture 3-dimensional images (XYZN) and time-laps images (XYT) of guard cells.
The CQ1 confocal image acquisition mechanism with the distinctive CSU® unit has a function to sequentially acquire fine cell images along the Z-axis and capture information from the entire thickness of
cells which include heterogenic populations of various cell cycle stages. In addition, saved digital images can be useful for precise observation and analysis of spatial distribution of intracellular molecules.
The CQ1 capability to seamlessly analyze images and obtain data for things such as cell population statistics to individual cell morphology will provide benefits for both basic research and drug discovery
targetingM-cell cycle phase.
Cell clusters are directly measured with high-throughput 3D imaging
Confocal Quantitative Image Cytometer
Wide and Clear
Confocal Scanner Unit
CV1000 clears the hurdle in Live Cell Imaging
All-in-one Live cell imaging solution
Faster, Brighter, and More Versatile
Confocal Scanner Unit
- Colony Formation
- Scratch Wound
- Cytotoxicity
- Neurite Outgrowth
- Co-culture Analysis
- Cell Tracking
Welcome to The New World of High Content Analysis
High-throughput Cytological Discovery System
This "Tutorial" provides overview of this software, from installation through data analysis.
In this tutorial, a method for analyzing ramified structure, using CellPathfinder, for the analysis of the vascular endothelial cell angiogenesis function will be explained.
In this tutorial, a method for analyzing ramified structure, using CellPathfinder, for the analysis of the vascular endothelial cell angiogenesis function will be explained.
In this tutorial, spheroid diameter and cell (nuclei) count within the spheroid will be analyzed.
In this tutorial, we will learn how to perform time-lapse analysis of objects with little movement using CellPathfinder, through calcium imaging of iPS cell-derived cardiomyocytes.
In this tutorial, we will identify the cell cycles G1-phase, G2/M-phase, etc. using the intranuclear DNA content.
In this tutorial, image analysis of collapsing stress fibers will be performed, and concentration-dependence curves will be drawn for quantitative evaluation.
In this tutorial, we will observe the change in number and length of neurites due to nerve growth factor (NGF) stimulation in PC12 cells.
In this tutorial, intranuclear and intracytoplasmic NFκB will be measured and their ratios calculated, and a dose-response curve will be created.
In this tutorial, we will learn how to perform cell tracking with CellPathfinder through the analysis of test images.
In this tutorial, using images of zebrafish whose blood vessels are labeled with EGFP, tiling of the images and recognition of blood vessels within an arbitrary region will be explained.