Konfokale Spinning Disk (Rotationsscheibe)

Konfokale Dual-Spinning-Disk-Technologie

Als Vorreiter auf dem Gebiet der Dualen Spinning-Disk-Technologie, hat Yokogawa das Live-Cell-Imaging in der optischen Mikroskopie revolutioniert. Das Multistrahl-Scanningverfahren bietet nicht nur Hochgeschwindigkeits-Imaging sondern auch eine signifikante Reduktion der Phototoxizität und Photobleiche, welche unsere konfokalen Scannersysteme zum De-facto-Standard-Werkzeug für das Lebendzell-Imaging macht.

Hochgeschwindigkeits-, hochauflösendes Imaging

In Yokogawas Konfokalscannern finden Spitzentechnologien Anwendung, um Forscher im Bereich des Hochgeschwindigkeits- und hochauflösenden Imagings zu unterstützen.

  • Schnelle Zeitraffer-Konfokalbilder von lebenden Zellen
  • Minimale Phototoxizität und weniger Photobleiche
  • Möglichkeiten des konfokalen Lebendzell-Fluoreszenz-Imagings
  • Stabilität während des Langzeit- und Hochgeschwindigkeits-Imagings
  • Ermöglicht die quantitative Analyse von großen Datenmengen
  • Superauflösung durch optisches Re-Assignment

  • Die CSU-W1 ist unsere Antwort auf Anfragen von Forschern nach einem “Weiterem FOV” und nach “Klareren Bildern”.

  • Das CSU-X1 ist das allgemein anerkannte führende Tool im Bereich des Live-Cell-Imagings mit einer Bildrate von 2.000 fps.

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Vergleich von CSU-Serien

Ausführung CSU-W1 CSU-X1
High-End Basis
Imaging-Geschwindigkeit
(Max. fps)
200 2.000 360
Scanner-Motor
Rotationsgeschwindigkeit
(min−1)
1.500 - 4.000 1.500 - 10.000
(Variable)
1.800
(Festwert)*2
Empfohlene
Kamera
Belichtungszeit
5 ms 0,5 ms 33 ms
Effektives FOV 17 x 16 mm 10 x 7 mm
Disk-Unit Auswählbar bis zu
2 Disks
Spirallochgröße :50 µm, 25 µm
1 Disk
Spirallochgröße: 50 µm
Rotation
Positionsauslöser
Signal
Externe Signalausgabe möglich Keine*2
Filter EX Option
DM Option (bis zu 3 Filter) Option
(1 Filter)
EM Option
(bis zu 10 Filter mit
Filterrad)
Option
(bis zu 12 Filter mit
Filterrad)
Option
(1 Filter)
Hinzufügen oder
Austausch von
Filtern
Beim Kunden: DM-Block und Filter (EX, EM.)
Bei Yokogawa: DM
*1 Option

Vergleich zwischen CSU und anderen Konfokalsystemen

Ausführung CSU Konventionell
Punkt-Scan, Konfokal
Konventionell
Schlitz-Scan, Konfokal
Andere Rotations-
scheibe, Konfokal
Epifluoreszenz
(Breites Feld)
Scan-Typ Mikrolinsen-erweitert
Multistrahl-Scan
Einzelstrahl-Scan Zeilen-Scan Disk-Scan (Multistrahl oder Schlitz) Keine
Lichtquelle Laser Hg oder Xenon Bogenlampe
Detektor CCD, EMCCD PMT Zeilen-CCD CCD, EMCCD
Mikroskop Flexibel Spezifisch Flexibel/Spezifisch Flexibel
Scangeschwindigkeit des
Bildes in Originalgröße
2000 fps ~ 1 fps ~ 120 fps (512 x 512) < 200 fps Jede
Photobleichen /
Phototoxizität
Niedrig Gravierend Niedrig
Konfokalität Hoch (X-Y-Z konfokal) Mäßig
 
Mäßig

 
Keine
Bildqualität
(Hintergrund)
Hohes S/N
(Niedriges Hintergrundrauschen)
Hoch
(Mehrfachmittelung
notwendig)
Mäßig Mäßig
(Hohes Hintergrundrauschen
mit dunklen Proben)
Niedrig
(Hohes Hintergrundrauschen)

Kunden

  • Ted Salmon Lab., Dept. of Biology [Abt. f. Biologie], University of North Carolina, Chapel Hill
  • Waterman-Storer Lab., Laboratory of Cell and Tissue Morphodynamics (LCTM) [Abt. f. Zell- und Gewebemorphodynamik], NHLBI (Bethesda Campus)
  • Tim Mitchison Lab., Dept. of Systems Biology [Abt. f. Systembiologie], Harvard Medical School
  • Scholey Lab., Dept. of Cell and Computational Biology [Abt. f. Zell- und Computerbiologie], University of California, Davis
  • The Vale Lab., Dept. of Cellular and Molecular Pharmacology [Abt. f. Zell- und Molekularpharmakologie], University of California, San Francisco
  • The Wadsworth Lab., Biology Dept. [Abt. f. Biologie], University of Massachusetts, Amherst
  • The Kiehart Lab., Dept. of Biology [Abt. f. Biologie], Duke University
  • HSC Core Facilities School of Medicine, University of Utah
  • Indiana Center for Biological Microscopy [Zentrum f. Biologische Mikroskopie], Indiana University Medical Center
  • Ehlers Laboratory - Department of Neurobiology [Abt. f. Neurobiologie], Duke University
  • Bob Goldstein Lab., University of North Carolina, Chapel Hill
  • Andrew Matus Lab., am Friedrich Miescher Institute for Biomedical Research
  • Laboratory of Developmental Dynamics, Graduate School of Life Sciences, Tohoku University
  • Zena Werb Lab., Anatomy [Anatomie], University of California San Francisco
  • Satoshi Nishimura Lab., Dept. of Cardiovascular Medicine [Abt. f. kardiovaskuläre Medizin], University of Tokyo
  • Oshima Lab., Graduate School of Interdisciplinary Information Studies, Univ. of Tokyo
  • The Huser research group am UC Davis
  • Nakano Lab., Graduate School of Science, University of Tokyo

Nützliche Seiten

1) Mikroskopie & Imaging-Ressourcen im WWW

Vollständige Liste aller Aspekte von Mikroskopie und Imaging, von Douglas W. Cromey von Cellular Imaging Core des Southwest Environmental Health Sciences Center, University of Arizona College of Pharmacy, University of Arizona

 

2) Das Centro de Biologia Molecular “Severo Ochoa” (CBMSO)

Enthält Links zu allgemeinen Informationen, Mikroskopielaboren, Veröffentlichungen, Kursen und Veranstaltungen, Vereinigungen, Bildern. Insbesondere hilfreich für das Finden von Mikroskopie-Workshops

 

3) The Cell Imaging Facility, ein Teil des University of Utah Health Science Center's Core Research Facilities Department [Die Zell-Imaging-Einrichtung, ein Teil der Abteilung für Kernforschungseinrichtungen des Zentrums für Gesundheitswissenschaften der Universität Utah]

Gute Erklärung zum konfokalen CSU-Disk-Scanning-Systems von Chris Rodesch

 

4) Molecular Expressions Webseite

Geführt durch National High Magnetic Field Laboratory, Florida State University.
Eine der größten Web-Kollektionen exzellenter optischer Mikroskopiebilder, und sehr genaue Informationen zu allen Mikroskopiearten.
Von Nikon (Nikon MicroscopyU) und Olympus (Olympus Microscopy Resource Center) gesponserte interaktive Java-Tutorien sind nicht nur für das Erlernen von Konfokalmikroskopien sondern aller Mikroskopiearten und verwandten Technologien sehr hilfreich.

 

Life Science Fachbücher

Microscopy Techniques, Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology Vol. 95
Serial Editor T. Scheper, Volume Editor J. Rietdorf, Springer (2005)
ISBN-10 3-540-23698-8

Confocal Microscopy for Biologists
Herausgegeben durch Alan R. Hibbs, Kluwer Academic / Plenum Publishers (2004)
ISBN:0-306-48468-4 (gebundene Ausgabe) 0-306-48565-6 (e-Book)

Live Cell Imaging, A Laboratory Manual
Herausgegeben durch Robert D. Goldman & David L. Spector. 2nd Edition, Cold Spring Harbor Laboratory Press (2010)
ISBN:0-87969-893-4 (Taschenbuch), ISBN 0-87969-892-6 (gebundene Ausgabe)

Handbook of Biological Confocal Microscopy, 3rd Edition
Herausgegeben durch James B. Pawley, Springer (2006)

VideoMicroscopy, The Fundamentals
Shinya Inoue, Kenneth Spring, Second Edition Plenum Press. New York, (1997)

ISBN: 0-306-45531-5

Direct-View High-Speed Confocal Scanner: The CSU-10, Chapter 2: Cell Biological Applications of Confocal Microscopy (Methods in Cell Biology)
Shinya Inoue and Ted Inoue
Herausgegeben durch Brian Matsumoto Academic Press
ISBN: 0-12-580445-8; 2nd Rev (2002/12)

Artikel:  CSU Technology and its applications

Quantification and clustering of actin cytoskeletal structures in plant cells: role of actin bundling in stomatal movement during diurnal cycles in Arabidopsis guard cells.
Higaki T., Kutsuna N., Sano T., Kondo N., Hasezawa S.
eingereicht.
Current Application and Technology of Functional Multineuron Calcium Imaging.
Shigehiro Namiki and Yuji Ikegaya
Biological and Pharmaceutical Bulletin Vol. 32 (2009), No. 11
Live imaging of yeast Golgi cisternal maturation.
Kumi Matsuura-Tokita, Masaki Takeuchi, Akira Ichihara, Kenta Mikuriya and Akihiko Nakano
Nature 441, 1007-1010 (22. Juni 2006)
Performance comparison between the high-speed Yokogawa spinning disc confocal system and single-point scanning confocal systems.
E. Wang, C. M. Babbey & K. W. Dunn
Journal of Microscopy, Vol. 218, Pt 2. Mai 2005, S. 148-159
Optically sectioned fluorescence lifetime imaging using a Nipkow disk microscope and a tunable ultrafast continuum excitation source.
D. M. Grant, D.S. Elson, D. Schimpf, C. Dunsby, J. Requejo-Isidro, E. Auksorius, I. Munro, M. A. A. Neil, P. M. W. French , E. Nye G. Stamp, P. Courtney
Optics Letters Vol. 30, No. 24 (2005) 3353
Optimization of Spinning Disk Confocal Microscopy: Synchronization with the Ultra-Sensitive EMCCD.
F. K. Chong, C. G. Coates, D. J. Denvir, N. McHale, K. Thornbury & M. Hollywood
Proceedings of SPIE 2004
Spinning disk confocal microscope system for rapid high-resolution, multimode, fluorescence speckle microscopy and green fluorescent protein imaging in living cells.
Maddox PS, Moree B, Canman JC, Salmon ED
Methods Enzymol. 360:597-617 (2003)
A high-speed multispectral spinning-disk confocal microscope system for fluorescent speckle microscopy of living cells.
Adams, M.C., Salmon, W.C., Gupton, S.L., Cohan, C.S., Wittmann, T., Prigozhina, N. & Waterman-Storer, C.M
Methods, 29, 29-41 (2003)
Spinning-disk confocal microscopy ? a cutting-edge tool for imaging of membrane traffic.
Nakano, A.
Cell Structure Function, 27, 349-355 (2002)
High Speed 1-frame/ms scanning confocal microscope with a microlens and Nipkow disks.
T. Tanaami, S. Otsuki, N. Tomosada, Y. Kosugi. M. Shimizu & H. Ishida
Applied Optics, Vol. 41, No. 22 (2002)
New imaging modes for lenslet-array tandem scanning microscopes.
T. F. Watson, R. Juskaitis & T. Wilson
Journal of Microscopy, Vol. 205, Pt 2. Februar (2002) 209-212
High-speed confocal fluorescence microscopy using a Nipkow scanner with microlenses for 3-D imaging of single fluorescence molecule in real time.
A. Ichihara, T. Tanaami, K. Isozaki, Y. Sugiyama, Y. Kosugi, K. Mikuriya, M. Abe and I. Uemura
Bioimages 4, 57-62 (1996)

Artikel:  Cell Biology

(Vesicular transport, actin dynamics, microtubule dynamics, cell division)

Long-term, Six-dimensional Live-cell Imaging for the Mouse Preimplantation Embryo That Does Not Affect Full-term Development.
Yamagata, K., Suetsugu, R. and Wakayama, T., J. Reprod. Dev., 55: 328-331 (2009) ”
The Caenorhabditis elegans DDX-23, a homolog of yeast splicing factor PRP28, is required for the sperm-oocyte switch and differentiation of various cell types.
Konishi, T., Uodome, N., and Sugimoto, A., Developmental Dynamics 237, 2367-2377 (2008)
Determining the position of the cell division plane.
J. C. Canman, L. A. Cameron, P.S. Maddox, A. Straight, J, S. Tirnauer, T. J. Mitchison, G. Fang., T. M. Kapoor & E. D. Salmon, Nature 424, 1074-1078 (28. August 2003) “Cover”
Taxol-stabilized Microtubules Can Position the Cytokinetic Furrow in Mammalian Cells.
Katie B. Shannon, Julie C. Canman, C. Ben Moree, Jennifer S. Tirnauer, and E. D. Salmon, Mol Biol Cell. September; 16 (9): 4423-4436 (2005)
Two mitotic kinesins cooperate to drive sister chromatid separation during anaphase.
G. C. Rogers, S. L. Rogers, T. A. Schwimmer, S. C. Ems-McClung, .C E. Walczak, R. D. Vale, J. M. Scholey & D. J. Sharp, Nature 427 (6972): 364-370 (2004)
Crm1 is a Mitotic Effector of Ran-GTP in Somatic Cells
Arnaoutov, A., Azuma, Y., Ribbeck, K., Joseph, J., Boyarchuk, Y. and Dasso, M., Nat Cell Biol. Jun; 7 (6): 626-32 (2005).
Nuclear congression is driven by cytoplasmic microtubule plus end interactions in S. cerevisiae.
J.N. Molk, E.D. Salmon, and K. Bloom, JCB, Vol. 172, Number 1, 27-39 (2006)
Centrosome fragments and microtubules are transported asymmetrically away from division plane in anaphase
Nasser M. Rusan und Patricia Wadsworth, JCB 168 (1) 21-28 (2005)
The roles of microtubule-based motor proteins in mitosis: comprehensive RNAi analysis in the Drosophila S2 cell line.
G. Goshima und R.D. Vale, JCB 162 (6) 1003-1016 (2003)
Spindle orientation in Saccharomyces cerevisiae depends on the transport of microtubule ends along polarized actin cables.
Hwang, E., Kusch, J., Barral, Y. & Huffaker, T.C, J. Cell Biol. 161, 483-488 (2003)
Cell migration without a lamellipodium: translation of actin dynamics into cell movement mediated by Tropomyosin
S.L. Gupton, K.L. Anderson, T. P. Kole, R.S. Fischer, A. Ponti, S.E. Hitchcock-DeGregori, G. Danuser, V.M. Fowler, D.Wirtz, D. Hanein, und C.M. Waterman-Storer, JCB 168 (4) 619-631 (2005)
Actin dynamics in the contractile ring during cytokinesis in fission yeast.
Pelham, R.J. & Chang, F., Nature, 419, 82-86. (2002)
CD8+ effector T cells contribute to macrophage recruitment and adipose tissue inflammation in obesity.
Nishimura S, Manabe I, Nagasaki M, Eto K, Yamashita H, Ohsugi M, Otsu M, Hara K, Sugiura S,Yoshimura K, Kadowaki T, Nagai R, Nature Medicine 8, 914- 920 (15. August 2009)
T-cell engagement of dendritic cells rapidly rearranges MHC class II transport.
M. Boes, J. Cerny, R. Masso, M. Op den Brouw, T. Kirchhausen, J. Chenk & H. L. Ploegh, Nature 418, 983- 988 (29. August 2002) “Cover”
Functional coordination of intraflagellar transport motors.
G. Ou, O. E. Blacque, J. J. Snow, M. R. Leroux & J. M. Scholey, Nature 436 (7050): 583-7. (2005).
Three-dimensional analysis of post-Golgi carrier exocytosis in epithelial cells
Kreitzer, G., Schmoranzer, J., Low, S. H., Li, X., Gan, Y., Weimbs, T., Simon, S.M. & Rodriguez-Boulan, E., Nature Cell Biol. 5, 126-136. (2003)
Dynamics of Membrane Clathrin-Coated Structures During Cytokinesis.
James H. & Wang, Yu-Li Warner, Anne K., Keen, Traffic 7 (2), 205-215. (2006 ) 

Artikel:  Neuroscience

Activity-induced targeting of profilin and stabilization of dendritic spine morphology.
Ackermann, M., und A. Matus, Nat Neurosci. Nov; 6 (11): 1194-200 (2003)
Dynamics and Regulation of Clathrin Coats at Specialized Endocytic Zones of Dendrites and Spines.
T. A. Blanpied, D. B. Scott, M. D. Ehlers, Neuron, Vol. 36, 435-449, 24. Oktober (2002)
Neurabin/Protein Phosphatase-1 Complex Regulates Dendritic Spine Morphogenesis and Maturation.
R. T.Terry-Lorenzo, D. W. Roadcap, T. Otsuka, T. A. Blanpied, P. L. Zamorano, C. C. Garner, S. Shenolikar, und M. D. Ehlers, MBC Vol. 16, Issue 5, 2349-2362, Mai (2005)
Phosphatidylinositol phosphate kinase type I regulates dynamics of large dense-core vesicle fusion.
L. W. Gong, G. D. Paolo, E. Diaz, G. Cestra, M-E. Diaz, M. Lindau, P. De Camilli, und D. Toomre, PNAS, Vol. 102 No. 14 5204-5209 (2005)

Calcium Dynamics

Formation of planar and spiral Ca2+ waves in isolated cardiac myocytes.
Ishida, H., Genka, C., Hirota, Y., Nakazawa, H. & Barry, W.H, Biophys. J. 77, 2114-2122 (1999)
Simultaneous imaging of phosphatidyl inositol metabolism and Ca2+ levels in PC12h cells.
Morita, M., Yoshiki, F. und Kudo, Y., BBRC 308, 673-678 (2003)
Calcium oscillations in interstitial cells of the rabbit urethra.
Johnston, L., Sergeant, G. P., Hollywood, M. A., Thornbury, K. D. & McHale, N. G, The Journal of Physiology 565 (2), 449-461 (2005).

Microvascular Blood Flow

Real-time observation of hemodynamic changes in glomerular aneurysms induced by anti-Thy-1 antibody.
Oyanagi-Tanaka, Y., Yao, J., Wada, Y., Morioka, T., Suzuki, Y., Gejyo, F., Arakawa, M. & Oite, T., Kidney Int. 59, 252-259. (2001)
Real-time in vivo imaging of platelets, tissue factor and fibrin during arterial thrombus formation in the mouse.
Shahrokh Falati, Prter Gross, Glenn Merrill-Skoloff, Barbara C. Furie & Bruce Furie, Nat Med 8 (10) 1175-1180 (2002)

Sonstige Anwendungen

Evidence of ROS generation by mitochondria in cells with impaired electron transport chain and mitochondrial DNA damage
Hiroko P. Indo, Mercy Davidson, Hsiu-Chuan Yen, Shigeaki Suenaga, Kazuo Tomita, Takeshi Nishii, Masahiro Higuchi, Yasutoshi Koga, Toshihiko Ozawa, Hideyuki J. Majima, Mitochondrion No. 7 106-118 (2007)
Applikations-beschreibungen
Übersicht:

Wide and Clear
Confocal Scanner Unit

Übersicht:

To investigate interactive dynamics of the intracellular structures and organelles in the stomatal movement through live imaging technique, a CSU system was used to capture 3-dimensional images (XYZN) and time-laps images (XYT) of guard cells.

Applikations-beschreibungen
Übersicht:

List of Selected Publications : CSU-X1

Applikations-beschreibungen
Übersicht:

List of Selected Publications : CSU-W1

Applikations-beschreibungen
Übersicht:

Faster, Brighter, and More Versatile
Confocal Scanner Unit

Technische Berichte
The World as Seen from Cells
(rd-te-r06002-001)
2.2 MB

Produktvideos

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